Serpientes Parte 2 de 3

Autores
David Perpiñán
Sonia M. Hernández
Stephen J. Divers

Técnicas clínicas
seleccionadas
Determinación del sexo
Las diferencias externas entre
los sexos a menudo son sutiles y,
si bien es posible recurrir a ciertas
características y técnicas para establecer
el sexo de las serpientes, se
deben tomar en consideración las
limitaciones de cada método.
El tamaño y la forma de la cola
pueden presentar dimorfismo sexual:
los machos tienen colas engrosadas
y más largas debido a la
presencia de hemipenes dentro de
la base de la cola. El largo de la cola
también puede evaluarse contando
el número de escamas subcaudales
(las ubicadas entre la cloaca y
la punta de la cola), que es más alto
en los machos. La cola de las hembras
se vuelve más fina en forma
abrupta caudal a la cloaca, mientras
que este cambio es más suave en
los machos.
• El tamaño corporal y el número
de escamas ventrales precloacales
puede ser útil para identificar
el sexo, pero los patrones
generales no existen y se debe
consultar información acerca de
la especie en particular si se van
a utilizar estas características
(fig. 23).
• Algunas serpientes como las
víboras europeas (Vipera spp)
poseen dicromasia sexual, pero
esta característica no se encuentra
en las especies que por lo común
se tienen en cautiverio.
• Muchos boidos poseen espolones
en los laterales de la
cloaca. Son miembros traseros
vestigiales y, por lo general, son
más grandes en los machos (fig.
24). La diferencia del tamaño de
los espolones depende mucho
de las especies y no es un método
confiable para la identificación
del sexo en especies como
la boa común y la pitón real. Sin
embargo, en otras especies
como las boas de arena (Eryx
spp) y la boa rosada (Lichanura
trivirgata), el tamaño del espolón
puede indicar el sexo de manera
precisa. Una vez más, se debe
consultar la información sobre
cada especie en particular si se
utilizará esta característica.
• El sondeo de la cloaca con un
catéter urinario o con una sonda
metálica roma fabricada a escala
comercial es el método más común
para determinar el sexo de
las serpientes adultas (fig. 25).
La sonda lubricada se inserta en
la cloaca y se la dirige en sentido
caudal. Si el animal es un macho,
la sonda pasará dentro de uno
de los hemipenes invertidos hasta
una profundidad de más de 6
escamas subcaudales. En una
hembra, la sonda pasará sólo
hasta una profundidad de 2-6
escamas. Otra vez, existe variación
relacionada con la especie.
El sondeo debe ser delicado a
fin de no dañar los tejidos, y las
sondas deben ser lo suficientemente
gruesas para impedir que
entren en los divertículos ciegos
presentes en las hembras de algunas
especies.
• La eversión manual de los hemipenes
es el método más común
de determinación sexual en
los colúbridos juveniles. El procedimiento
incluye masaje del área
de las escamas subcaudales
craneales mediante presión delicada
con el pulgar hacia la cloaca.
En la mayoría de los machos,
la presión hace que los hemipenes
se den vuelta hacia afuera a
través de la cloaca. La ausencia
de hemipenes o la presencia de
papilas oviductales identifican a
las hembras. En los animales jóvenes
de las especies grandes
no es posible evertir los hemipenes
con presión manual.
• La eversión hidrostática de los
hemipenes implica inyectar solución
salina en la cola, distal al
lugar donde se ubicarían los hemipenes
en el macho. El líquido
se inyecta hasta que se haya producido
suficiente eversión o hasta
que se pueda sentir resistencia
en el émbolo. En los boidos grandes
se requerirá anestesia para
relajar el músculo retractor del
pene. Los divertículos ciegos de
las hembras deben diferenciarse
de los hemipenes: éstos son más
recargados, largos y gruesos.
Radiografía
En las radiografías de los reptiles
el contraste de imagen y el detalle
suelen ser deficientes debido a la
gran proximidad anatómica de los
órganos internos, la falta de grasa
corporal difusa, la presencia de escamas
queratinizadas y el tamaño
relativamente pequeño de muchos
reptiles. Sin embargo, la radiografía
es útil para detectar osteomielitis
(fig. 26), fracturas, obstrucción intestinal
(fig. 27), cuerpos extraños,
bultos anormales (fig. 28), abscesos,
huevos y esqueletos de fetos
(sólo en las especies vivíparas y en
las etapas avanzadas de la gestación).
Para obtener mejores resultados,
se recomiendan las películas
dentales y de mamografía para los
pacientes más pequeños. Es aconsejable
la anestesia general cuando
se tomarán radiografías, ya que la
posición enrollada distorsiona los
órganos e impide la evaluación de
la simetría (fig. 29). Se pueden utilizar
tubos radiotransparentes plásticos
para no tener que recurrir a la
anestesia y aun así obtener buenas
posiciones, pero se pueden producir
artefactos radiográficos. Las serpientes
pequeñas también pueden
ser inmovilizadas mediante el uso
de cinta adhesiva. Las radiografías
de las serpientes grandes a menudo
se limitan al área de interés y se
deben pegar marcadores radiopacos
a la piel para ayudar a localizar
los órganos y las lesiones (fig. 30).
Para las serpientes más grandes, se
necesitarán varias películas para radiografiar
todo el largo del cuerpo.
Las proyecciones laterales (que eviten
la espina dorsal y las costillas)
y las de rayo horizontal son mejores
para visualizar los órganos internos.
Las serpientes no deben ser
radiografiadas después de recibir
alimento, para evitar la interferencia
del inflado pulmonar sobre el detalle
de los órganos, y las radiografías se
deben tomar en inspiración máxima
a fin de visualizar mejor los campos
pulmonares. Los pulmones se
evalúan mejor en la proyección de
rayo lateral horizontal, la cual permite
observar los exudados que se han
acumulado en la parte terminal del
pulmón (saco aéreo). Las boas y las
pitones poseen vestigios pélvicos
que son visibles cerca del último par
de costillas. Para los estudios intestinales,
el sulfato de bario (5 ml/kg),
el bario seguido de aire (50 ml/kg)
o el material yodado proporcionan
buen contraste y pueden utilizarse
para delinear cuerpos extraños o
evaluar gastritis hipertrófica asociada
a Cryptosporidium. El tiempo de
tránsito depende de la temperatura,
el estado de hidratación, el tipo de
comida (los peces se digieren más
rápido que los mamíferos) y la cantidad
de comida ingerida. El tiempo
de tránsito total puede llevar hasta
varios días, pero puede acortarse
mediante el uso de procinéticos.
Lavado traqueal y pulmonar
Los lavados traqueales se indican
en casos respiratorios a fin de obtener
muestras para cultivo y citología.
Se recomienda la inmovilización química
para restringir a las serpientes
y permitir la inserción de un catéter
en la tráquea. La tráquea se intuba
con un tubo endotraqueal y se pasa
un catéter a través de ella hacia
el tracto respiratorio (fig. 31). Las
radiografías anteriores pueden ser
útiles para definir el lugar del tracto
respiratorio del cual se van a tomar
las muestras. Se instila y aspira un
volumen de 1-5 ml/kg de solución
salina después de mover a la serpiente
hacia adelante y hacia atrás,
y de hacerla rodar hacia un lado y
hacia el otro (fig. 32). Masajear el
área donde se ha instilado el líquido
y colocar a la serpiente en una configuración
de cabeza hacia abajo
también puede ser útil. Es posible
que esto se tenga que repetir varias
veces para obtener una muestra
diagnóstica. La posibilidad de
contaminación de la muestra existe,
aun con tecnología óptima y técnica
aséptica.
Hematología
Los sitios de toma de sangre son:
• Vena coccígea ventral. Es el sitio
de preferencia en las serpientes
y se lleva a cabo de la misma
manera que en los lagartos. El
vaso está a lo largo del aspecto
medioventral de los cuerpos
vertebrales caudales. Se inserta
la aguja con un ángulo de 45-60
grados en la línea media ventral
del cuerpo, caudal a la cloaca,
con una leve y sostenida presión
negativa. El sitio de venipuntura
debe estar un 25-50% por debajo
de la cola para evitar las primeras
14-16 escamas subcaudales
y prevenir así la lesión de los hemipenes
en los machos y de las
glándulas cloacales en las hembras.
Una vez que la aguja toca
el cuerpo vertebral, se la puede
retirar ligeramente con presión
negativa o redirigirla hasta que se
produzca el flujo sanguíneo (fig.
33). La contaminación linfática es
posible.
• Corazón. Aunque se ha informado
como segura, esta técnica
no se recomienda como primera
elección; es fundamental obtener
una buena restricción o aplicar
sedación para evitar un traumatismo
cardíaco importante. El corazón
está ubicado aproximadamente
al 22-33% de la distancia
desde el hocico hasta la cloaca,
y se puede palpar o identificar
con un detector de flujo Doppler
o un equipo de ultrasonido. Una
vez ubicado, el corazón se inmoviliza
con dos dedos y se inserta
la aguja en ángulo de 45 grados.
A menudo entra sangre a la jeringa
con cada latido y se debe
liberar la presión negativa de
manera intermitente para permitir
que se llene la cámara cardíaca
(fig. 34). La presión digital debe
mantenerse durante 30 a 60 segundos
después de esta técnica.
La contaminación linfática es menos
probable.
• Venas palatinas. Esta técnica se
puede utilizar en las serpientes
grandes y cuando otras posibilidades
han fallado o no están disponibles.
Las venas se visualizan
con facilidad en el aspecto dorsal
de la cavidad oral, pero se necesita
restricción física apropiada o
anestesia para evitar la lesión tanto
de la serpiente como del operador.
Además, la formación de
hematomas es más común con
esta técnica dado que los vasos
tienen escaso tejido circundante
para contribuir a la hemostasis.
En los animales sanos, el volumen
de sangre que puede extraerse
de modo seguro es de hasta el
1% del peso corporal . El EDTA es
el anticoagulante preferido para
las muestras de sangre, aunque
los frotis deben prepararse con
sangre sin anticoagulante. En opinión
de los autores, se prefieren los
métodos semidirectos con floxina
B (Unopette® o Leukopet®) al método
directo con solución de Natt y
Herrick. Las células sanguíneas de
las serpientes pueden dividirse en
eritrocitos, trombocitos, azurófilos,
basófilos, eosinófilos, heterófilos,
linfocitos y monocitos. Por lo general,
los eosinófilos y los basófilos son
escasos en la sangre de los ofidios.
Los linfocitos seguidos de los azurófilos
son los glóbulos blancos (GB)
más comunes en los vipéridos; en
los boidos, los heterófilos, –que son
los GB más grandes en las serpientes–
son los más abundantes. Los
valores de hematócrito son habitualmente
de 20 a 35%.
Medicación y fluidoterapia
Las vías para suministrar medicación
en las serpientes son variadas.
Se deben considerar diversos factores
antes de elegir la vía de medicación
más apropiada, entre ellos la
condición del paciente, la habilidad
para manipular a la especie de manera
reiterada y la farmacocinética
del medicamento.
• La aplicación tópica se limita
al tratamiento de lesiones superficiales.
En las serpientes, la
presencia de la membrana especular
permite el uso de medicamentos
que pueden ser peligrosos
para el ojo, como el fipronil o
la ivermectina, cuando se requiere
tratar la acariasis.
• La administración oral (PO) es
utilizada comúnmente en los reptiles.
Las pastillas pueden colocarse
en la cavidad abdominal,
en el esófago o en las hendijas
de las branquias de la presa antes
de ofrecérsela a la serpiente,
y los líquidos también pueden inyectarse
en las presas vertebradas.
Algunas serpientes responderán
al roce o golpeteo de la
presa sobre su boca. La alimentación
asistida puede llevarse a
cabo mediante la apertura de la
boca con un espéculo. Pueden
utilizarse tubos de alimentación
metálicos en las serpientes
pequeñas, pero en las más grandes
deben emplearse catéteres
de goma o de plástico. Los tubos
se deben colocar dentro del estómago
o del esófago distal (véase
tabla 5.2 para ubicación de los
órganos). La naturaleza distnsible
del esófago de las serpientes
permite el empleo de tubos de
diámetro grande. Mantener la cabeza
elevada o masajear el área
del esófago en dirección craneocaudal
ayuda a reducir la regurgitación.
Además, la serpiente
debe ser regresada a su terrario
y no ser molestada.
• Las inyecciones intramusculares
(IM) deben darse en la musculatura
epaxial, a mitad de camino
entre la línea media dorsal y el
aspecto lateral del cuerpo.
• La vía intracelómica (ICe) puede
ser útil para la fluidoterapia
y la administración de medicamentos,
pero no se deben emplear
compuestos irritantes. Se
recomienda evitar el saco de aire
derecho que muchas especies
poseen, ya que puede extenderse
hasta el 70% del largo hocicocloaca.
La aguja debe insertarse
paralela a la pared corporal y en
la mitad inferior del cuerpo para
evitar perforar las vísceras (fig.
35).
• Las inyecciones subcutáneas
(SC) no son tan útiles como en
los mamíferos, ya que en las serpientes
el espacio subcutáneo
es pequeño, tiene escasa vascularización
y los medicamentos
pueden filtrarse a través del lugar
de punción porque la piel no es
muy elástica. Se utiliza el espacio
debajo de la piel que cubre el
costillar lateral.
• La administración intravascular
o endovenosa (EV) puede
realizarse a través de la vena
coccígea ventral o del corazón.
La colocación de catéteres intravasculares
requiere sedación o
anestesia, y se debe recurrir a la
cirugía para acceder a cualquiera
de las dos venas yugulares. El
lugar de incisión se ubica 12-20
escamas ventrales en sentido
craneal al corazón, y entre las escamas
dorsales primera y segunda
(fig. 36). Como último recurso
se pueden colocar catéteres
intracardíacos; éstos se pueden
dejar en el lugar durante un máximo
de 48 horas.
Para la fluidoterapia, los líquidos
se deben calentar a 25-35 ºC. Los
líquidos balanceados como la solución
de Ringer lactato parecen
apropiados para los reptiles. Si se
sospecha la presencia de enfermedad
hepática, entonces se debe
utilizar un líquido no lactato. La administración
de líquidos a una tasa
de 25-35 ml/kg por día parece adecuada
para la mayoría de las especies.
Las tasas de infusión para
la administración EV deben ser de
0,8-1,2 ml/kg, pero en los casos
de deshidratación grave, choque
o cirugía se pueden utilizar hasta
5 ml/kg. La terapia de líquidos orales
facilita la actividad gastrointestinal
y puede utilizarse en reptiles
levemente deshidratados, pero el
volumen diario debe dividirse en
2-3 tratamientos y no debe exceder
los 30 ml/kg por vez. La vía ICe se
prefiere a la SC, y los animales muy
deshidratados deben recibir líquidos
por vía EV. Como con otros medicamentos,
los reptiles deben ser
mantenidos en su ZTOP durante la
fluidoterapia.
Enfermedades y procesos
clínicos seleccionados
Infección por paramixovirus
El paramixovirus ofídico (PMVO)
ha sido aislado de las familias de
serpientes más importantes, aunque
los vipéridos parecen ser más
propensos a esta virosis. La enfermedad
afecta principalmente al
sistema respiratorio, pero existen
varios tipos de presentaciones clínicas,
las que pueden producir una
amplia gama de signos clínicos.
• Aguda y peraguda. Con frecuencia
la serpiente es encontrada
muerta sin signos clínicos
previos. Los síntomas que se
pueden observar incluyen anorexia,
regurgitación, signos neurológicos
(convulsiones, temblores
de cabeza, pérdida del equilibrio,
apertura repentina de la boca) y
signos respiratorios (respiración
con la boca abierta y mucosidad,
sangre o pus en la cavidad oral).
A menudo las serpientes se rehúsan
a comer antes de presentar
otros signos clínicos, y es común
que los animales mueran de neumonía
secundaria. El tiempo desde
la exposición hasta la muerte
puede variar de 6 semanas a
más de 10 semanas.
• Crónica. Pueden observarse
anorexia, hiporexia, regurgitación
y signos generales de debilitamiento
(rechazo a moverse, emaciación,
tono muscular deficiente).
Son comunes los problemas
respiratorios y gastrointestinales.
La serpiente excreta el virus de
manera continua y con el tiempo
sucumbe a la enfermedad.
• Asintomática. Los portadores
asintomáticos pueden eliminar el
virus durante un lapso de hasta
10 meses sin presentar ningún
signo clínico, aunque en la mayoría
de las serpientes la enfermedad
se vuelve crónica con el
tiempo.
• Diagnóstico. El diagnóstico puede
hacerse sobre la base de la
anamnesis y los signos clínicos.
Si se sospecha la existencia de
neumonía, se indican lavados traqueales
y pulmonares para efectuar
citología y cultivo. Existen
pruebas serológicas y es preciso
encontrar un título ascendente
en 2 muestras tomadas con más
de 8 semanas de diferencia para
diagnosticar una infección activa.
Las lesiones patológicas macroscópicas
pueden estar ausentes
o incluir exudados en el tracto
respiratorio (serosos, hemorrágicos
o necróticos), congestión
pulmonar y necrosis pancreática.
La histología (con técnicas de
tinción especiales o sin ellas) y el
aislamiento del virus pueden utilizarse
para diagnosticar el PMVO
en serpientes muertas con sospecha
de tener el virus. En los
animales vivos, el virus puede
aislarse de hisopados orales o
cloacales.
• Tratamiento y prevención. El
tratamiento está orientado a controlar
las infecciones secundarias
y proporcionar cuidados de soporte,
aunque en las colecciones
siempre debe considerarse la
eutanasia. Debido al riesgo asociado
con esta u otras enfermedades
para las colecciones de
serpientes, todos los animales
deben ser sometidos a cuarentena
durante al menos 3-6 meses,
en particular aquellos pertenecientes
a especies muy propensas
a adquirir la infección, los de
origen desconocido o cuestionable,
o aquellos con un problema
médico (por ej., con parásitos,
por debajo de su peso). La ropa,
los utensilios, el equipamiento y
demás elementos contaminados
pueden contribuir a la diseminación
de la enfermedad. Los animales
con muda crónica deben
ser identificados y separados
de la colección, y las serpientes
en contacto con casos positivos
(determinados de manera clínica
o serológica) deben aislarse
durante 3 meses; después de
este tiempo se los puede considerar
una amenaza baja para
la colección si siguen siendo
seronegativos.
Enfermedad por cuerpos de
inclusión (ECI)
Esta enfermedad viral afecta sólo
a las pitones y boas de todas las
edades, aunque se ha sugerido que
otras especies de serpientes también
pueden verse afectadas. La
condición parece ser causada por
un retrovirus y se observan inclusiones
intracitoplásmicas eosinofílicas
características en las células epiteliales
de todos los órganos viscerales
y en el sistema nervioso.
• Signos clínicos. Los signos
clínicos no son específicos e incluyen
manifestaciones neurológicas
(comunes en la etapa final
de la enfermedad), emaciación
crónica, parálisis fláccida, regurgitación,
anorexia, deshidratación
o signos producidos
por infecciones bacterianas secundarias
(neumonía, hepatitis,
gastroenteritis, osteomielitis) (fig.
37). La regurgitación es un signo
temprano frecuente. Las pitones
desarrollan más comúnmente
signos neurológicos agudos (que
incluyen pérdida del reflejo de
enderezamiento, desequilibrio y
opistótonos) y la progresión de la
enfermedad es más rápida que
en las boas. En ambos casos, la
ECI es una anomalía debilitante
de progresión lenta y las serpientes
afectadas con el tiempo
mueren, a los meses o incluso
después de años.
• Diagnóstico. El diagnóstico antemortem
es difícil, ya que todavía
no se dispone de pruebas serológicas.
La anamnesis y los signos
clínicos junto con la leucocitosis y
la linfocitosis, o la leucopenia en
las etapas avanzadas, y la presencia
de cuerpos de inclusión
en los linfocitos circulantes son
indicativos de la enfermedad.
Las biopsias y la histología del hígado,
los riñones, las amígdalas
esofágicas o la mucosa gástrica
son útiles en el diagnóstico de
ECI antemortem. Los hallazgos
de la necropsia se asocian con
las infecciones bacterianas secundarias,
como la neumonía o
los granulomas en el hígado y los
riñones. El cerebro y el cordón
espinal de los animales muertos
deben incluirse en el análisis histológico.
El diagnóstico definitivo
se alcanza mediante la detección
de los cuerpos de inclusión típicos
en las muestras histológicas.
• Tratamiento y prevención. Los
animales afectados deben ser
sometidos a eutanasia. El manejo,
la prevención y el control de
la enfermedad son similares a
los principios mencionados para
el PMVO, aunque cuando surge
una sospecha de esta enfermedad,
la cuarentena debe extenderse
hasta 6 meses y se debe
evitar la mezcla de boas y pitones.
La transmisión vertical parece
posible en esta enfermedad.
Criptosporidiosis
Cryptosporidium es un protozoario
con ciclo vital directo que
produce quistes de pared fina (autoinfecciosos)
y de pared gruesa
(resistentes al medio ambiente y
capaces de transmitir la enfermedad).
La gravedad de la infección
depende de la ingesta de diferentes
tipos de quistes y del estado inmune
de la serpiente. La transmisión
es por la vía fecal-oral, y el contacto
directo o con objetos contaminados.
La criptosporidiosis de las serpientes
no es una enfermedad zoonótica
y no puede transmitirse a los
pájaros o mamíferos, pero puede
transmitirse entre especies que pertenecen
a distintos órdenes y familias
de reptiles.
• Signos clínicos. Existen dos manifestaciones
diferentes de infección
por Cryptosporidium en las
serpientes:
• Subclínica (estado portador).
Algunas serpientes pueden
eliminar oocistos en forma intermitente
durante años sin
presentar signos clínicos.
• Clínica, con hiperplasia gástrica
de las células secretoras de
mucus En general, los signos
que pueden observarse son
pérdida de peso y regurgitación
posprandial persistente o
intermitente de la presa no digerida
3 a 4 días después de
la ingesta. Las serpientes con
signos clínicos pueden vivir
durante días o años, con una
inflamación firme en la región
gástrica (fig. 38).
• Diagnóstico. Los oocistos de
Cryptosporidium pueden detectarse
en las heces o los lavados
estomacales mediante el uso de
tinciones ácidorresistentes. Los
oocistos se eliminan de manera
intermitente y son difíciles de ver.
El uso de tinción de anticuerpos
inmunofluorescentes (IFA) después
de la concentración de la
muestra fecal mediante flotación
en azúcar de Sheather aumenta
las posibilidades de detectar
Cryptosporidium. Según la
opinión de los autores, los kits
comerciales para detectar la infección
en el ganado pueden
ser útiles, aunque existe la prosibilidad
de que ocurran falsos
positivos debido a la infección
de la presa roedora; esta probabilidad
también existe con la
tinción ácidorresistente y con la
IFA. La biopsia gástrica puede
usarse para proporcionar tanto
un diagnóstico definitivo como
un pronóstico. Los estudios con
bario y la ultrasonografía pueden
revelar paredes gástricas más
gruesas, con constricción del lumen
gástrico. Los hallazgos de la
necropsia se limitan al estómago,
con engrosamiento de la pared
y exageración del pliegue longitudinal
normal. También se han
registrado petequias mucosas,
hemorragias y necrosis focales.
La histología puede confirmar la
presencia del organismo en la
superficie mucosa. La excreción
irregular y la distribución por zonas
pueden producir resultados
falsos negativos con todas las
técnicas de diagnóstico. Los
animales asintomáticos con dispersión
crónica pueden tener estómagos
normales en el examen
general.
• Tratamiento. Cryptosporidium
no es autolimitante en los reptiles
y existen individuos portadores
y animales con eliminación crónica;
de aquí la importancia de
un tratamiento apropiado. El aminoglucósido
paromomicina (100
mg/kg cada 24 horas x 7 días y
luego 2 veces por semana durante
3 meses) y la combinación
trimetoprima/sulfametoxazol (30
mg/kg cada 24 horas x 14 días y
luego 1-3 veces por semana durante
varios meses) son opciones
eficaces, aunque puede ser imposible
eliminar a los organismos
criptosporidiales de la mucosa
gástrica después de cualquiera
de estos tratamientos. La terapia
complementaria con calostro bovino
hiperinmune (administrado
a 1% del peso corporal cada 7
días) ha demostrado disminuir
o suprimir la diseminación en
algunas especies. El tratamiento
de soporte debe incluir la corrección
de los problemas de manejo,
la fluidoterapia y el apoyo
nutricional mediante intubación
estomacal y la provisión de alimentos
altamente digeribles.
• Control y prevención. El control
y la prevención de la enfermedad
implican la higiene estricta y el
manejo apropiado. Los oocistos
pueden permanecer infectivos
durante 2 a 6 meses a 4 ºC. El
calor húmedo (45 a 60 ºC durante
5-9 min), el congelamiento y
la desecación rigurosa pueden
inactivar al parásito. Los desinfectantes
comunes en general
no son satisfactorios y sólo el
amoníaco (5%) y el formol (10%)
fueron eficaces en la eliminación
de la infectividad de los oocistos
después de 18 horas de contacto
a 4 ºC. Los animales que eliminan
el parásito deben ser identificados
y separados.
Acariasis
El ácaro de la serpiente
(Ophionyssus natricis) se alimenta
de sangre y parasita a las serpientes
y a algunos lagartos. Su ciclo vital
es corto (7-16 días), lo que redunda
en rápidos establecimientos de
infestaciones graves. Éstas pueden
ser el resultado de condiciones antihigiénicas,
de superpoblación, de
un mal manejo y de adquisiciones
recientes de animales enfermos
sin cuarentena. Ophionyssus natricis
también ha sido implicado en
la transmisión de varios patógenos
virales, bacterianos y filariales de
propagación sanguínea en las serpientes.
Las serpientes de ambientes
desérticos tienen bajo riesgo de
infestación por ácaros, ya que éstos
no toleran la baja humedad.
• Signos clínicos. Incluyen anorexia,
dermatitis, prurito, anemia,
septicemia, disecdisis, lentes retenidas,
crecimiento deficiente y
deshidratación. Las serpientes
pueden pasar más tiempo en
el agua, tal vez en busca de alivio
para la dermatitis asociada.
Los animales pueden volverse
hiperactivos y frotarse contra el
equipamiento, y la piel puede
volverse hiperémica y edematosa.
Aunque se ha informado dermatitis
asociada a mordeduras
en seres humanos, los ácaros de
las serpientes no son atraídos por
los mamíferos.
• Diagnóstico. Los ácaros pueden
ser detectados por el dueño en el
hogar o por el veterinario en el momento
del examen. Los parásitos
suelen estar escondidos debajo
de las escamas o en los pliegues,
pero en los casos graves se los
puede observar corriendo sobre
los cuerpos (fig. 39). El uso de
lupas de mano puede ser útil en
la detección de ácaros. Durante
el examen, los parásitos deben
buscarse en el área periocular,
el mentón y las dos primeras filas
de escamas sobre el cuerpo lateral,
en particular en las cavidades
debajo de las escamas. Los ácaros
de las serpientes en general
son negros, mientras que los del
lagarto y de los trombicúlidos son
rojos. El examen microscópico a
baja magnificación confirma el
diagnóstico (fig. 40). Se deben
inspeccionar también las jaulas,
los recipientes de agua, las cajas
de escondite y las pieles recién
mudadas para detectar los estadios
de vida libre y parasitarios,
incluso los huevos.
• Tratamiento. Debe incluir al animal
y su ambiente. Las piretrinas,
el fipronil o la ivermectina diluida
son eficaces contra Ophionyssus
y pueden utilizarse para tratar
tanto a la serpiente como a su entorno.
Los aerosoles de piretrina
para los pájaros son apropiados,
pero aquellos para mamíferos
pueden ser demasiado concentrados
y causar toxicidad. Para
preparar un aerosol de ivermectina,
se agrega 0,5 ml de ivermectina
inyectable (10 mg/ml) a 250
ml de agua o de propilenglicol. La
ivermectina no es hidrosoluble,
por lo tanto, si se utiliza agua, el
aerosol debe sacudirse con fuerza
inmediatamente antes de su
uso y durante éste. Los aerosoles
de ivermectina y piretrina pueden
usarse de manera seguran en las
serpientes durante 3 tratamientos
a intervalos de 2 semanas, mientras
que pueden usarse de forma
semanal 3 o 4 veces para tratar
el ambiente. También se puede
emplear inyección de ivermectina
complementaria (0,2 mg/
kg SC cada 14 días, en 3 tratamientos).
La limpieza es de gran
importancia, ya que los ácaros
pueden recuperarse de la parálisis
producida por la ivermectina.
Cuando se utiliza ivermectina o
piretrinas, el tratamiento tópico
debe enjuagarse a fondo inmediatamente
después de la aplicación
para evitar la absorción
transcutánea, pero el tratamiento
con fipronil debe dejarse durante
5 minutos antes de enjuagarlo.
El aerosol de fipronil se puede
usar en forma semanal mediante
la aplicación de este protocolo.
Los animales debilitados deben
estabilizarse antes del tratamiento.
La inmersión prolongada (1
hora) en agua tibia o aceite de
oliva también mata a los ácaros,
pero no actúa sobre el ambiente;
estos tratamientos naturales
también pueden aplicarse antes
de usar otros productos para disminuir
la carga parasitaria. Los
organofosforados son eficaces,
pero tienen más efectos adversos
y riesgos de sobredosis, y
son potencialmente dañinos tanto
para los humanos como para
los animales; en consecuencia,
deben utilizarse sólo en las jaulas
vacías. Todos los productos
deben aplicarse en áreas ventiladas
con el uso de guantes, y
las instrucciones a los dueños
deben ser muy claras, ya que
las intoxicaciones de serpientes
son comunes cuando se trata la
acariasis.
• Control. Durante el tratamiento,
los animales afectados deben
aislarse en otro cuarto por un período
de al menos 2-4 semanas
después de la finalización del
tratamiento. La jaula y el equipamiento
deben ser descartados
(por ej., los troncos de madera)
o tratados y limpiados con detergente
de vajilla con agua caliente.
Durante el tratamiento, la serpiente
se coloca en un terrario de vidrio
o de plástico plano equipado
de manera tan simple como sea
posible. Se deben utilizar toallas
de papel como sustrato y realizar
limpiezas periódicas. Los animales
nuevos deben ser puestos en
cuarentena y se debe revisar a
diario las serpientes, las jaulas y
los cuartos de los animales afectados
o puestos en observación.