David Perpiñán
DVM, MSc, PhD, Dip ECZM (Herpetology) Naturavets Consultancy, Barcelona, Spain

La anestesia y analgesia en reptiles no es más difícil que en cualquier otra especie veterinaria. Sin embargo, los veterinarios pierden a menudo la oportunidad de realizar diferentes procedimientos en víboras, lagartijas, quelonios y cocodrilos debido a que se pueden sentir incómodos con la anestesia y analgesia de estos pacientes. Desafortunadamente, es común para los cirujanos veterinarios, aún para aquellos que ven reptiles en forma regular, hacer un subuso de analgésicos en reptiles (Read, 2014). Este artículo guiará a los veterinarios a realizar procedimientos anestésicos apropiados y seguros y discutirá la ciencia en desarrollo de la analgesia en reptiles.
La anestesia de reptiles puede ser realizada en la práctica diaria usando el mismo equipamiento empleado para otras especies exóticas, aunque necesita considerarse algunas características anatómicas y fisiológicas. La analgesia es un campo en desarrollo en la medicina de reptiles, y en años recientes ha habido significativos avances en el conocimiento del dolor y su tratamiento en los pacientes herpetológicos. Los conocimientos basados en evidencia es lo máximo cuando se usan analgésicos, ya que las drogas y las dosis empleadas en otras especies veterinarias pueden no funcionar en reptiles.

Revisión de la anatomía y fisiología

Las lagartijas y las víboras pertenecen al orden Squamata y son muy similares en muchos aspectos anatómicos y fisiológicos, mientras que los quelonios (tortugas, terrestres y de agua dulce y salada) y los cocodrilos pertenecen a órdenes diferentes; Testudines y Crocodilia, respectivamente.

Los reptiles no poseen diafragma (fig. 1) y los movimientos del aire dependen de los músculos abdominales, pectorales e intercostales. Por lo tanto, el término correcto en los reptiles es “cavidad celómica” en lugar de cavidad torácica y cavidad abdominal. Los reptiles tienen una mayor capacidad (volumen) pulmonar que los mamíferos, pero la superficie disponible para el intercambio gaseoso no es tan alta como en los mamíferos debido a que la porción caudal del pulmón tiene una limitada función de intercambio gaseoso y es usada, principalmente, como un saco aéreo en muchas especies (fig. 2). Algunas especies de víboras y lagartijas insuflan sus pulmones en grado considerable, usando esta técnica para lucir más grandes frente a sus enemigos y predadores. Los pulmones de los reptiles tienen una estructura hueca (fig. 3). Esto facilita la endoscopia para el examen y la recolección de muestras (Murray, 2006; Bertelsen, 2014).

Los reptiles no tienen epiglotis y la glotis se ve con facilidad en las víboras y lagartijas (fig. 4), menos en los quelonios. La glotis de Crocodilia está detrás de un pliegue gular (fig. 5), cuya función es evitar que el agua ingrese a la tráquea cuando el cocodrilo está con la boca abierta debajo del agua; este pliegue gular necesita ser desplazado hacia ventral, a los efectos de tener acceso a la glotis para la intubación (Murray, 2006).

Los anillos traqueales son incompletos en las lagartijas y las víboras, pero son completos en los quelonios y Crocodilia. Por lo tanto, en estos últimos, se deben usar tubos endotraqueales sin balón mientras que en las lagartijas y víboras se pueden usar tubos con y sin balón. Hay que minimizar el espacio muerto; los pequeños reptiles pueden ser intubados usando catéteres intravenosos. La tráquea es particularmente corta en los quelonios (fig. 6).

La mayoría de las víboras tienen un pulmón funcional (el derecho); muchas tienen un segundo pulmón pero es rudimentario.
La mayoría de los reptiles funcionan como organismos poiquilotérmicos; su temperatura corporal varía considerablemente dependiendo de la temperatura ambiente. Por lo tanto, el metabolismo de las drogas anestésicas, como cualquier otra función corporal, dependen de la temperatura ambiente. Para una anestesia exitosa, los reptiles deben estar a su temperatura ambiente preferida, o no serán capaces de metabolizar la droga de manera apropiada, lo que puede conducir a un aumento de, tanto, el tiempo de inducción como el de recuperación. La respiración en reptiles varía, dependiendo de las concentraciones sanguíneas de O2 y CO2, y la ventilación aumenta en situaciones de hipoxia e hipercapnia (Murray, 2006; Sladky y Mans, 2012b; Bertelsen, 2014; Vigani, 2014).
La respiración es pulmonar en la mayoría de los reptiles, pero algunas especies acuáticas también hay respiración cutánea, faríngea y cloacal. Estos reptiles acuáticos pueden también pasar a metabolismo anaeróbico y pueden transcurrir horas bajo el agua sin respirar. La inducción de la anestesia en estas especies usando agentes gaseosos por máscara o cámara de inducción no es un método práctico (Murray, 2006; Vigani, 2014).
La separación ventricular es más completa en Crocodilia, seguida por lagarto monitor, víboras y lagartijas pequeñas, y luego los quelonios.
Aún aquellos reptiles con un solo ventrículo poseen pliegues cardíacos que permiten un grado variable de separación entre la sangre arterial y venosa; junto con el metabolismo anaeróbico, la mezcla de sangre venosa y arterial explica porqué algunos reptiles pueden pasar horas sin ventilar en algunas circunstancias. Sin embargo, aún los reptiles acuáticos deben ser ventilados durante las anestesias, a los efectos de evitar complicaciones y recuperaciones demoradas (Murray, 2006; Schumacher y Yelen, 2006; Sladky y Mans, 2012b).
Ha habido controversia acerca del sistema uroportal en los reptiles. En un primer momento, se pensó que cualquier droga inyectada en la porción caudal del animal se dirigía primero hacia los riñones, siendo eliminada en algunos casos y produciendo toxicidad en otros (Sladky y Mans, 2012b). Sin embargo, hay estudios que han mostrado que cuando los pacientes estaban apropiadamente hidratados, el efecto del sistema uroportal rara vez era significativo (Holz, 1999). Estudios más recientes han mostrado que las drogas pueden tener diferentes conductas dependiendo de la especie, sin un patrón claro. Algunos estudios no han encontrado diferencias entre hacer la inyección en los miembros anteriores y los posteriores (Campagnol y col, 2014) pero otros si han encontrado diferencias, las cuales pueden o no tener importancia clínica (Giorgi y col, 2015); Kummrow y col, 2018). La recomendación actual es dar la inyección intramuscular en la mitad craneal del cuerpo, aunque es de esperar que la inyección dada en la mitad caudal sea efectiva en muchos casos.

Evaluación preanestésica

Como en cualquier otro animal, hay que realizar una evaluación del estado de salud antes de una anestesia. Esto debe incluir un examen físico completo y puede también incluir un análisis de sangre y radiografías, a criterio del cirujano. En algunos casos, si las finanzas del propietario o el volumen de sangre obtenido limita las posibles pruebas a realizar, la determinación de ácido úrico y hematócrito son útiles para identificar cuadros tales como deshidratación, problemas de oxigenación, anemia, infección e insuficiencia renal. Puede ser útil obtener las frecuencias cardíaca y respiratoria con el animal en reposo antes de la anestesia (fig. 7); estos valores serán muy importantes durante la anestesia, para proveer una adecuada ventilación y para controlar la función cardíaca. Los reptiles siempre deben mantener su temperatura preferida y una frecuencia cardíaca y ventilatoria similar. La obtención del valor de la temperatura cloacal antes de iniciar la anestesia puede ayudar a controlar este parámetro (Sladky y Mans, 2012b). Es ideal que el paciente tenga un ayuno de 24-72 horas y las víboras de tamaño mediano a grande deben tener un ayuno mínimo de 72 horas antes de una anestesia programada, ya que son animales propensos al vómito.

Hay que corregir la deshidratación antes de la anestesia. Los requerimientos de líquidos en reptiles son estimados en 15-30 ml/kg/día más el porcentaje de deshidratación (Sladky y Mans, 2012b). Si se puede colocar un catéter intravenoso (IV) o intraóseo (IO), se pueden administrar 5 ml/kg/h durante la cirugía pero por no más de 3 horas. La sobrehidratación es un peligro real en las especies exóticas pequeñas. La solución de Hartmann o una mezcla 50:50 de dextrosa al 5% y cloruro de sodio al 0,9% (quedando una concentración de dextrosa al 2,5% y cloruro de sodio 0,45%) provee un líquido de osmolaridad muy similar a la de los reptiles. Todos los líquidos deben ser administrados a una temperatura de 25-35°C (Sladky y Mans, 2012b).

Inducción anestésica

Las drogas anestésicas pueden ser administradas a través de varias vías. La vía intramuscular (IM) es la usada con más frecuencia; las víboras son inyectadas en la musculatura epiaxial, entre las escamas, mientras que los quelonios pueden ser inyectados en los músculos del área craneal del fémur o en las grandes masas musculares localizadas entre el plastrón y la escápula. La administración intravenosa puede ser realizada a través de un catéter IV, aunque no son particularmente fáciles de colocar. En la práctica, los catéteres IV sólo son usados en el cuello de las tortugas (fig. 8); en la mayoría de las especies es necesario realizar una incisión en la piel seguida por la disección de los tejidos subyacentes hasta tener acceso a la vena yugular. Una vía alternativa para mantener un acceso intravenoso constante es introducir una aguja o un catéter tipo mariposa dentro de la vena y asegurarlo en posición (Hernandez-Divers, 2006; Murray, 2006; Schumacher y Yelen, 2006; Sladky y Mans, 2012b). Las inyecciones intravenosas regulares son también apropiadas para la inyección de drogas anestésicas (fig. 9) aunque, en tortugas, se debe evitar la vena subcarapacial, siempre que sea posible, debido a informes sobre graves efectos colaterales, como parálisis, probablemente debido a la inyección del anestésico dentro del líquido cerebroespinal en lugar de hacerlo dentro de la vena subcarapacial (Innis y col, 2010).

En los quelonios y lagartijas también se pueden colocar catéteres intraóseos. En las lagartijas se colocan con cierta facilidad en la tibia, pero en los quelonios deben ser colocados en el húmero, lo que es significativamente más complicado (Hernandez-Divers, 2006). Hay un estudio en tortugas que muestra que los líquidos son solo bien distribuidos cuando se los administra a través de un catéter yugular y, en menor grado, cuando se los da IO en el húmero. La inyección dentro del caparazón no distribuye muy bien los líquidos (Young y col, 2012).
La vía intracardíaca se usa, en ocasiones, en las víboras debido a la dificultad por encontrar la vena caudal en algunos animales; si bien hay cierto daño en el corazón en asociación con el uso de esta vía, hay estudios que han demostrado efectos adversos no significativos después del uso del corazón para la obtención de muestras de sangre o para la inyección de drogas (Isaza y col, 2004; McFaden y col, 2011). Las inyecciones intracardíacas nunca deben ser realizadas en víboras totalmente conscientes. Debido a las características de la piel de los reptiles, suele inyectarse en el subcutáneo (SC) un anestésico local. Por último, la vía inhalatoria puede ser usada para la inducción en algunas especies y para el mantenimiento en todos los reptiles (Schumacher y Yelen, 2006).

Protocolos para la inducción anestésica

Una ventaja de la anestesia en reptiles, es que conocer uno o dos protocolos suele ser suficiente para realizar una anestesia en un amplio rango de especies, aunque estos protocolos pueden depender de las preferencias personales, tipos de procedimiento y disponibilidad de drogas. Sin embargo, en algunas especies, principalmente en grandes cocodrilos, se deben usar protocolos específicos (Fleming, 2014).
Como los reptiles pueden sostener su ventilación durante períodos prolongados de tiempo, es común y conveniente inducir la anestesia con un protocolo inyectable y continuar el mantenimiento con anestesia por gases (Schumacher y Yelen, 2006; Sladky y Mans, 2012b). Los anestésicos inyectables se distribuyen lentamente en los reptiles, por lo que cuando la inyección se hace en el sector caudal del cuerpo, los miembros posteriores serán anestesiados primero seguidos por los miembros anteriores y, por último, el animal perderá la conciencia. Cuando un anestésico IV es administrado en la vena dorsal de la cola, el animal debe ser sostenido con la cabeza hacia abajo para permitir que la gravedad ayuda con la distribución del anestésico.

Propofol

El propofol es un agente anestésico de corta acción que puede ser administrado IV o IO. La dosis depende del tamaño del animal, pero para los reptiles muy grandes se usa una dosis de 3 mg/kg mientras que para los más pequeños la dosis de 10 mg/kg es más apropiada. El propofol debe ser administrado por vía intravenosa lenta. Si se lo administra demasiado rápido, la droga saldrá de las venas. El propofol también puede ser usado para mantenimiento, pero es más común usar anestésicos gaseosos con este fin. Sin embargo, la dosis para mantenimiento es 0,5-1 mg/kg en bolo o 0,3-0,05 mg/kg/min como infusión a velocidad constante. Como cualquier otro anestésico, el propofol produce depresión cardiorrespiratoria e hipotensión. Hay que tener cuidado cuando se administra propofol, y probablemente cualquier otro anestésico inyectable, en la vena subcarapacial en los quelonios ya que se ha descrito el desarrollo de parálisis como efecto adverso, probablemente debido a la inyección de propofol en el líquido cerebroespinal.
El propofol ha sido usado con éxito en los pequeños cocodrilos, pero los más grandes necesitan protocolos específicos que están más allá del objetivo de este artículo (Schumacher y Yelen, 2006; Sladky y Mans, 2012b; Keller, 2015).

Alfaxolona

La alfaxolona es, en la opinión del autor, la droga actual de elección para la inducción anestésica y para anestesias de corta acción en reptiles. Tiene varias ventajas sobre el propofol:

• Es un líquido transparente y, por lo tanto, la sangre que ingresa al cono de la jeringa puede ser visualizada con facilidad. Por el contrario, la entrada de sangre a la jeringa es difícil de ver en la densa formulación blanca del propofol.
• La vida útil una vez abierto el frasco es significativamente más prolongada que para el propofol.
• Alfaxolona se puede administrar IM, lo que es una gran ventaja en muchas especies de reptiles, como víboras, individuos pequeños, animales peligrosos, etc.

La dosis de alfaxolona es 5-10 mg/kg si se la administra IV y 10-15 mg/kg cuando se la da IM. Similar al propofol, la inducción es rápida y la anestesia es de corta acción. Se recomienda una administración lenta cuando se la da IV. La duración de la anestesia es de alrededor de 15 minutos, similar al propofol. Tanto el propofol como la alfaxolona puede ser usado sólo para procedimientos de corta duración (por ej., colocación de un tubo esofágico para alimentación) o en combinación con sevofluorano/isofluorano para una anestesia prolongada (Sladky y Mans, 2012b; Hansen y Bertelsen, 2013; Knotek, 2014; West, 2017).

Ketamina más agonista alfa-2

Cuando no se cuenta con alfaxolona, se puede usar una combinación de ketamina con un agonista alfa-2; esto ha sido mencionado con mucha frecuencia en la bibliografía (por ej., Campagnol y col, 2014). La recuperación con esta combinación, en particular en las víboras y lagartijas, es más prolongada que con el propofol, alfaxolona o anestésicos inhalados. En los quelonios, la administración IM o SC de una combinación de ketamina (10 mg/kg) + medetomidina (0,1 mg/kg) + morfina (1,5 mg/kg) ha sido usada para anestesia, con reversión de la morfina usando naloxona (0,2 mg/kg) y de la medetomidina con atipamezol (0,5 mg/kg) una vez que el procedimiento ha sido completado. El efecto de esta combinación es más prolongado que con el uso de propofol o alfaxolona solo, pero puede ser usado para el mismo tipo de procedimientos (Hernandez-Divers y col, 2009). Para su empleo en reptiles, se han descrito muchos otros protocolos que usan drogas diferentes

Agentes anestésicos por inhalación

Los agentes anestésicos por inhalación (isofluorano y sevofluorano) pueden también ser usados como un agente de inducción en las lagartijas de tierra y víboras (los reptiles acuáticos/semiacuáticos suelen sostener la ventilación cuando huelen el agente). La inducción puede ser llevada a cabo en una cámara de inducción (fig. 10) o en una bolsa Ziplog (fig. 11). Estas bolsas son excelentes para controlar, ya que los reptiles pueden ser puestos con su parte inferior del cuerpo hacia arriba y ver el reflejo de enderezamiento. Otra cámara de inducción de bajo costo puede ser hecha adaptando un Tupperware, o símil, haciendo un orificio a través del cual se puede acoplar el circuito anestésico. La inducción a bajo porcentaje (por ej., isofluorano al 3%) es más rápida y menos estresante para los reptiles que la inducción con altos porcentajes. Tanto el isofluorano como el sevofluorano tienen características muy similares y cualquier diferencia que haya es clínicamente no significativa (Schumacher y Yelen, 2006; Sladky y Mans, 2012b; Bertelsen, 2014). El autor suele usar isofluorano porque es significativamente más económico que el sevofluorano.

Mantenimiento de la anestesia

Intubación

Una vez que el reptil ha sido inducido, el siguiente paso es pulverizar un anestésico local sobre la glotis e intubar al paciente. Como alternativa, se puede aplicar un anestésico local con un hisopo de algodón o una jeringa. Hay que tener cuidado de no exceder la dosis tóxica de los anestésicos locales, en particular en los pequeños reptiles. La intubación es muy recomendada para todos los procedimientos de duración media a prolongada, ya que los reptiles no ventilan muy bien una vez que son anestesiados. La intubación ayuda a proveer una adecuada ventilación y oxigenación, y facilita el control anestésico.

Mantenimiento con anestésicos gaseosos

El isofluorano al 2-2,5% es apropiado para el mantenimiento, aunque estas concentraciones deben ser disminuidas con el correr del tiempo durante el procedimiento anestésico para evitar una excesiva profundidad de la anestesia. Si se requiere analgesia adicional para una cirugía, se puede usar bupivacaína como anestésico local para reducir la cantidad de anestésico gaseoso necesario (Bertelsen, 2014).

Ventilación

La ventilación asistida debe comenzar tan pronto como se haya intubado al animal, ya que los reptiles anestesiados pueden detener la ventilación o pueden ventilar de forma insuficiente  como para mantener una adecuada oxigenación. La ventilación puede ser manual o por medio de un ventilador electrónico (por ej., los pequeños ventiladores de Vetronic, UK, www.vetronic.co.uk). La segunda opción es la recomendada, pero sólo se deben usar los ventiladores capaces de proveer volúmenes corrientes, bajos, adecuados para los pequeños reptiles. La frecuencia de ventilación dependerá de la frecuencia ventilatoria obtenida durante la evaluación preanestésica. Si no se obtuvo un valor de frecuencia respiratoria previo a la anestesia, el reptil deberá ser ventilado cada 10-20 segundos, a una presión no superior a 10 cm H2O, la que es equivalente a 50-75 ml/kg. Sin ventilación asistida, algunos reptiles, en particular los cocodrilos y las tortugas acuáticas, pueden experimentar recuperaciones prolongadas después de la anestesia ya que están bajo metabolismo anaeróbico. Se puede proveer oxígeno o aire ambiental a 0,5-1 L/min para la mayoría de los reptiles de tamaño pequeño/mediano. La ventilación espontánea necesita un flujo de oxígeno más alto que la ventilación artificial (Schumacher y Yelen, 2006).

Control anestésico

Con el animal bajo anestesia, el siguiente paso para un final exitoso es el control. En un plano quirúrgico de la anestesia, el tono de la mandíbula y los reflejos de enderezamiento y palpebral deben estar ausentes, pero el reflejo corneal debe estar presente. La falta de este último indica un plano anestésico demasiado profundo. El reflejo corneal debe ser evaluado con un hisopo de algodón. Los reflejos palpebral y corneal no pueden ser evaluados en aquellos animales sin párpados, como las víboras y algunos gecos (fig. 12) (Schumacher y Yelen, 2006; Sladky y Mans, 2012b).

Los reflejos deben ser utilizados como una guía de la profundidad anestésica, pero no como una referencia absoluta ya que no son 100% efectivos. Como la distribución del agente anestésico es lenta en los reptiles, algunos animales pueden perder el reflejo corneal mientras aún mueven sus extremidades posteriores (cuando el anestésico es inyectado en la parte craneal del cuerpo).
La frecuencia cardíaca también debe ser controlada usando un transductor de ultrasonido Doppler. En los quelonios con caparazón duro, el transductor es colocado entre el cuello y el miembro anterior, dirigido hacia
el corazón. Llenar el área con gel conductor, entre el transductor y la piel, y el transductor deberá ser fijado en posición con gaza plegada y cinta adhesiva (fig. 13). En otras especies (lagartijas, víboras, cocodrilos y tortugas de caparazón blando), el transductor es colocado directamente sobre el área del corazón. Una disminución significativa de la frecuencia cardíaca debe ser preocupante. El corazón de los reptiles puede continuar latiendo después de la muerte, aunque débilmente, y señales lentas del Doppler pueden no necesariamente significar que el animal está vivo (Sladky y Mans, 2012b; Vigant, 2014).

El control de la oxigenación es un poco más difícil en los reptiles. La oximetría de pulso, la capnografía y el análisis de gases en sangre no han sido convalidados en reptiles y sólo podemos usarlos para evaluar tendencias (Sladky y Mans, 2012b). Si bien ha habido sugerencias de mantener los valores de capnografía a 15-25 mm Hg, estas recomendaciones no han sido basadas en estudios científicos (Hernandez-Divers y col, 2005). Por lo tanto, la mejor opción para asegurar una adecuada oxigenación es proveer una apropiada ventilación.
La temperatura también debe ser controlada idealmente con un sensor dentro de la cloaca. La temperatura corporal del paciente puede ser mantenida con mantas térmicas, dispositivos que arrojan aire forzado calentado (por ej., Bair huggerR) o botellas o guantes llenos con agua caliente (fig 14). La hipotermia aumenta el riesgo de complicaciones anestésicas y prolonga la recuperación.

Los estudios sobre la presión sanguínea están aún en su “infancia” en reptiles (Schumacher y Yelen, 2006; Sladky y Mans, 2012b).

Recuperación anestésica

La recuperación puede llevar un tiempo prolongado en reptiles; por lo tanto, es de buena práctica dejar de proveer el anestésico inhalado antes de terminar la cirugía y comenzar a disminuir la ventilación y cambiar el oxígeno por aire ambiental (por ej., usando una pequeña bolsa de Ambu). Esto puede estimular a los reptiles a recuperarse más rápido. Es aún controvertido si el cambio de oxígeno por aire ambiental acelera la recuperación; algunos estudios han mostrado que es una maniobra beneficiosa, pero para otros no lo es. Una vez terminada la anestesia, los reptiles deben ser colocados en un ambiente con la temperatura preferida (25-30 °C puede ser una temperatura adecuada para la mayoría de los reptiles, pero es necesario consultar sobre las temperaturas preferidas). Las temperaturas tanto bajas como altas son perjudiciales para los reptiles que están en recuperación de una anestesia.

Complicaciones anestésicas

Las complicaciones como bradicardia, bradipnea y pérdida de frecuencia cardíaca pueden ser tratadas con las mismas drogas empleadas en los pequeños animales. Los cambios en la frecuencia cardíaca de los reptiles suelen ser graduales; por lo tanto, un cuidadoso control permite tomar medidas para corregir una frecuencia anormal y evitar el paro cardíaco.

• Para la depresión respiratoria, se puede dar doxapram IV a 5 mg/kg.
• La adrenalina está indicada para el paro cardíaco o la bradicardia; 0,5 mg/kg IV (dilución 1:1000 = 1 mg/ml) o intratraqueal (al doble de la dosis y diluirla en solución salina estéril para darla por esta vía a 1 ml/100g).
• La atropina debe ser usada para la bradicardia; 0,04 mg/ kg IV o IO, o 0,2 mg/kg IM o SC (Carpenter, 2005; Funk y Diethelm, 2006).

Analgesia

La analgesia en reptiles es una ciencia en desarrollo. En algunos casos, las posturas antiálgicas (fig. 15) puede ayudar a identificar el dolor en reptiles; en otros casos, los cirujanos necesitarán asumir que si el procedimiento es doloroso para las personas, lo será también para los reptiles (fig. 16) (Sladky y Mans, 2012b). Grupos diferentes de reptiles tienden a mostrar respuestas diferentes a los analgésicos dados. Es típico que las drogas usadas para el control del dolor en los pequeños animales puedan no ser efectivas en reptiles; esto es el caso de la buprenorfina y el butorfanol, por ejemplo.

Los opioides han mostrado ser los mejores analgésicos para los reptiles. La morfina (1,5-5 mg/kg SC c/24 hs), la petidina (10-50 mg/kg SC o IM c/2-4 hs), la hidromorfona (0,5-1 mg/kg SC/IM c/24 hs) y la metadona (3-5 mg/kg SC/IM c/24 hs) han sido usados en quelonios con resultados positivos, y la morfina, a la misma dosis, ha sido empleada en las lagartijas también con buenos resultados. Cuanto más alta es la dosis, mayor el efecto analgésico y también mayor será la depresión respiratoria. La morfina no fue efectiva en las víboras y, desafortunadamente, hay pocos estudios realizados en víboras (Sladky y Mans, 2012b).

En los quelonios, también se ha usado con éxito al tramadol (5-10 mg/kg oral cada 48-72 hs) y es una buena opción para usar como tratamiento en el hogar administrado por el propietario ya que se puede administrar por vía oral y no está tan controlado como los opioides. La administración intramuscular de tramadol es también efectiva (Duvall, 2017). Ha habido estudios farmacocinéticos de meloxicam en reptiles, pero sin estudios funcionales se desconoce si la droga trabaja como analgésico en reptiles. Si bien la dosis de AINEs pueden ser encontradas en los libros y otras bibliografías, no hay estudios científicos que hayan probado su eficacia. Un artículo reciente en víboras determinó que la COX-2 no está involucrada en la inflamación mientras que la COX-1 aumenta con la inflamación; por lo tanto, al menos en víboras, los inhibidores selectivos de la COX-2 pueden no ser efectivos (Sladky y Mans, 2012b; Sadler y col, 2016).

Conclusiones

Los reptiles pueden ser anestesiados usando solo unos pocos protocolos (principalmente isofluorano/ sevofluorano, propofol y alfaxolona) pero el conocimiento de la anatomía y fisiología así como también métodos específicos para aplicar, mantenimiento y control de la anestesia, son necesarios para un resultado exitoso. La analgesia en reptiles es una ciencia en desarrollo; las dosis y drogas aplicadas en otros animales
no pueden ser extrapoladas a los reptiles, y los cirujanos veterinarios deben ser conscientes de los estudios científicos específicos a los efectos de aliviar el dolor con efectividad en estos pacientes.

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